Calculateur de concentration en acides nucléiques
Convertissez une lecture d’A260 au spectrophotomètre en concentration d’ADN ou d’ARN à l’aide des facteurs d’absorbance standard (50 µg/mL pour l’ADNdb, 40 µg/mL pour l’ARN, 33 µg/mL pour l’ADNsb). Saisissez le facteur de dilution utilisé pour la lecture, et éventuellement un A280 pour calculer le rapport de pureté A260/A280.
Calculateur
Saisissez une lecture et calculez pour voir la concentration
Concentration
Note de paillasse
c (µg/mL) = A260 × dilution factor × factor
Une unité d'absorbance à 1,0 à 260 nm correspond à 50 µg/mL d'ADN double brin, 33 µg/mL d'ADN simple brin ou 40 µg/mL d'ARN. Le facteur de dilution ramène la lecture à l'échantillon d'origine. Rendement = concentration × volume ÷ 1000.
À propos de ce calcul
De quoi il s'agit
Les acides nucléiques absorbent à 260 nm, et l’absorbance d’une solution à 1 mg/mL pour un trajet optique de 1 cm est une constante publiée (50 pour l’ADNdb, 40 pour l’ARN, 33 pour l’ADNsb). Mesurer l’A260 sur une aliquote diluée et multiplier par le facteur de dilution et la constante appropriée donne la concentration du stock.
Pourquoi on l'utilise
Every downstream application — PCR, sequencing, transfection, in vitro transcription — needs an accurate nucleic acid concentration. A260 is the most accessible bench measurement, but the constant and dilution must be applied correctly.
L'intérêt de ce calculateur
Mixing up the absorbance factor (50 vs 40 vs 33) or forgetting the dilution factor are the two classic bench errors. The calculator makes the constant explicit, multiplies by your dilution, and reports a purity ratio when you also provide an A280.
Hypothèses clés
- Le spectrophotomètre a été correctement mis à zéro avec le même tampon que celui dans lequel l’échantillon a été dilué.
- L’échantillon est suffisamment pur à A260 pour que la loi de Beer–Lambert s’applique (A260 < ~1,5).
- Le trajet optique est de 1 cm (ou votre instrument a été corrigé pour un trajet différent).
Limites
- A260 cannot distinguish DNA from RNA — use a fluorometric assay for that.
- Contaminants such as phenol or carbohydrates inflate A260, producing overestimated concentrations.
- Very low concentrations (A260 < 0.05) are at the noise floor of standard spectrophotometers.
Ce que cet outil calcule
- Concentration µg/mL
- Analyte concentration in the original sample: A260 × dilution factor × conversion factor.
- Rendement total µg
- Total mass of analyte in the final volume (shown when a volume is supplied).
- Rapport A260/A280
- Purity indicator (shown when A280 is supplied). Typical pure ranges: dsDNA 1.7–2.0, ssDNA 1.8–2.0, RNA 1.9–2.1.
Questions fréquentes
Comment convertir une lecture d'A260 en concentration d'ADN ou d'ARN ?
Multipliez l'A260 corrigée du blanc par le facteur de dilution total et par le facteur de conversion de votre analyte : concentration (µg/mL) = A260 × facteur de dilution × facteur. Le calculateur applique automatiquement le bon facteur dès que vous choisissez l'analyte et rapporte la concentration de l'échantillon d'origine. Saisissez aussi le volume final et il renvoie le rendement total en µg.
Quelle est la différence entre les facteurs de conversion 50, 40 et 33 ?
Ce sont les constantes d'absorbance standard : une lecture d'A260 de 1,0 équivaut à 50 µg/mL pour l'ADNdb, 40 µg/mL pour l'ARN et 33 µg/mL pour l'ADNsb. Le facteur dont vous avez besoin dépend uniquement de l'analyte mesuré, choisissez donc ADNdb, ADNsb ou ARN dans le champ Analyte. Appliquer la mauvaise constante est l'une des deux erreurs classiques de paillasse que ce calculateur est conçu pour éviter.
Quel est un bon ratio 260/280 pour un acide nucléique pur ?
Les plages de pureté typiques sont 1,7–2,0 pour l'ADNdb, 1,8–2,0 pour l'ADNsb et 1,9–2,1 pour l'ARN. En fournissant une lecture d'A280 facultative, le calculateur rapporte le rapport 260/280 et signale tout résultat hors de la plage de votre analyte, car des protéines ou d'autres contaminants peuvent fausser la lecture. Un rapport bas est un avertissement de pureté plutôt qu'un échantillon cassé, et le rapport ne détecte pas tous les contaminants.
Dois-je corriger la dilution effectuée avant la lecture de l'échantillon ?
Oui. Saisissez la dilution totale appliquée à l'échantillon avant la lecture, et le calculateur la multiplie de sorte que la concentration rapportée se rapporte à votre tube d'origine et non à l'aliquote diluée. Lire un échantillon de 2 µL dans 100 µL correspond, par exemple, à un facteur de dilution de 50. Oublier ce facteur est la seconde erreur classique de paillasse, et elle sous-estime la concentration exactement de la dilution appliquée.
Que ne peut pas me dire la quantification par A260 sur mon échantillon ?
Elle mesure l'acide nucléique qui absorbe près de 260 nm, aussi des contaminants comme les protéines, le phénol ou les nucléotides libres gonflent la concentration apparente, et la méthode ne distingue pas le matériel intact du matériel dégradé. Elle suppose aussi une lecture corrigée du blanc prise dans un trajet optique de 1 cm, ou une optique microvolume équivalente. Utilisez un gel ou une analyse de fragments pour l'intégrité, et considérez le rapport de pureté comme un outil de criblage grossier.
À usage uniquement scientifique et pédagogique. Ne convient pas aux décisions cliniques ou diagnostiques. Vérifiez toujours vos calculs de manière indépendante avant toute utilisation critique.